破骨细胞范文

破骨细胞范文（精选5篇）

破骨细胞 第1篇

关键词：伴破骨细胞,巨细,乳腺癌

患者, 女, 43岁。因发现右乳肿块4年于2001年4月20日入院。查体:右乳房外上象限距乳头3cm处可触及5cm4cm4cm肿块, 边界尚清, 活动差。同侧腋窝可触及多枚肿大淋巴结。临床诊断:右乳癌。

1 病理检查巨检

送检右乳癌根治术标本17cml2cm6cm, 在乳房外上象限距乳头3cm处可见4.5cm4cm3cm界尚清肿块, 质硬, 切面灰红间褐, 中央有出血坏死。腋窝脂肪组织中可触及肿大淋巴结14枚。镜检:肿瘤组织形态呈多样性:有的区域癌细胞呈不规则腺管状、条索状、巢状排列, 癌细胞较大, 多形性明显, 核大浓染, 核分裂像多见, 呈浸润性导管癌形象。有的区域间质内有大量粘液, 形成粘液湖, 癌细胞呈小巢状、小乳头状漂浮在粘液中 (图1) 。癌细胞呈圆形、多边形, 细胞轮廓不清, 呈合体细胞样, 可含有小空泡。肿瘤间质内可见有较多的破骨细胞样巨细胞, 弥漫分布于腺体之间或腺腔内 (图2) , 巨细胞胞浆丰富, 呈嗜酸性, 核数目多为5～20个, 大小一致, 呈圆形或椭圆形, 相互堆积, 居于细胞中央, 部分细胞内吞噬有少量的含铁血黄素, 周围可见较为丰富的充血扩张的毛细血管和吞噬有含铁血黄素的吞噬细胞, 免疫组化染色CD68阳性 (图3) 。腋窝淋巴结有10枚已发生癌转移。病理诊断 (右侧) 伴破骨细胞样巨细胞的乳腺癌伴同侧腋窝淋巴结 (10/14) 癌转移。

2 讨论

伴破骨细胞样巨细胞的乳腺癌较为罕见, 属于乳腺化生癌范畴。巨检呈边界清楚的红褐色肿块, 因此临床乳房X线摄片上易误诊为良性结节或髓样癌。在组织学上癌组织大多呈浸润性导管癌形态, 也可为小管癌、浸润性小叶癌、乳头状癌和粘液癌等形态, 本例肿瘤组织即为浸润性导管癌和粘液癌混合型。破骨细胞样巨细胞常分布于癌性腺体边缘, 其周围有新鲜或陈旧性出血灶。目前, lacocca等[1～2]大多数学者认为破骨细胞样巨细胞为组织细胞性, 是单核细胞前体融合而成, 可能是肿瘤间质成分受肿瘤细胞及其产物诱导而出现化生。对于本瘤的预后, 一般认为其生物学行为比普通型浸润性导管癌更具侵袭性, 因而预后更差[3]。

参考文献

[1]Iacocca MV, Maia DM.Bilateral intiltrating lobular carcinoma of the breast wifh osteoclast-Like giant cells[J].Breast J, 2001, 7:60～65.

[2]Stewart CJ, Mutch AF.Breast carcinoma with osteoclast-like giant cells[J].Cytopathology, 1991, 2:215～219.

破骨细胞 第2篇

比较，温阳补肾方含药血清可诱导破骨细胞凋亡（P = 0.000），降低破骨细胞RANK蛋白的表达（P = 0.000）。结论：温阳补肾方含药血清可诱导破骨细胞凋亡，温阳补肾方高剂量效果最佳。

【关键词】 破骨细胞；凋亡；RANK蛋白；温阳补肾方；含药血清；激素性股骨头坏死

doi：10.3969/j.issn.2095-4174.2015.05.002

【ABSTRACT】Objective：To investigate the effects of serum medicated with Wenyang Bushen Formula（温阳补肾方） on osteoclast apoptosis rate and RANK protein.Methods：Differentiation in vitro was made from the osteoclast precursor cells RAW264.7 to osteoclast，which was interfered respectively with low，medium and high dose of Wenyang Bushen Formula and normal saline serum.The flow cytometry was used to detect the apoptosis rate of each group，and the Western Blot was used to detect the level of RANK protein in each group.Results：Compared with the blank control group，serum medicated with Wenyang Bushen Formula could induce apoptosis of osteoclasts（P = 0.000），and reduce the expression of osteoclast RANK protein（P = 0.000）.Conclusion：Serummedicated with Wenyang Bushen Formula can induce apoptosis of osteoclasts，high dose of which is the best.

【Keywords】 osteoclasts；apoptosis；RANK protein；Wenyang Bushen Formula（温阳补肾方）；serum medicated；steroid-induced avascular necrosis of the femoral head

前期研究表明，温阳补肾方在临床上对激素性股骨头坏死（steroid-induced avascular necrosis of the femoral head，SANFH）早期疗效显著，温阳补肾中药能通过提高SANFH兔股骨头组织中骨保护素（osteoprotegerin，OPG）、血管内皮生长因子的表达刺激成骨细胞，通过抑制RANK的表达影响破骨细胞的功能及活性[1-2]，并且温阳补肾中药某些化学成分直接作用于成骨细胞，促进其增殖[3-4]，以治疗SANFH。本实验进一步从温阳补肾方对体外培养破骨细胞凋亡率的影响方面加以探讨。

1 实验材料

1.1 实验动物 健康SPF级4周龄Wistar大鼠60只，雌雄各半，体质量（200±20） g，购自上海斯莱克实验动物有限公司，合格证号：2007000556492。

实验中对动物的处置符合中华人民共和国科学技术部颁布的《关于善待实验动物的指导性意见》的相关要求。

1.2 主要试剂及仪器 胎牛血清、DMEM（Gibco公司）；TRAP染色试剂盒（GENMED公司）；细胞核因子κB受体活化因子配基（RANKL）和巨噬细胞刺激集落因子（M-CSF）（R&D公司）；Annexin V-FITC细胞凋亡检测试剂盒（南京凯基公司）；电泳仪（BIO-RAD公司）；二氧化碳细胞培养箱（Thermo公司）；倒置显微镜（Leica公司）。

2 方 法

2.1 温阳补肾方含药血清的制备 温阳补肾方组成：巴戟天15 g、骨碎补9 g、鹿角胶6 g、淫羊藿9 g、丹参9 g、郁金9 g、三七3 g、牛膝9 g、黄芪15 g、甘草3 g。由福建省第二人民医院制剂室加工制成，每毫升含生药2.5 g，高温封瓶，4 ℃保存备用。将60只Wistar大鼠随机分为空白对照组，温阳补肾方低剂量组、中剂量组、高剂量组，每组15只。根据“人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值表”计算各组大鼠等效剂量。温阳补肾方低剂量组每只灌胃4.35 g·kg-1·d-1生药，中剂量组每只灌胃8.70 g·kg-1·d-1生药，高剂量组每只灌胃17.40 g·kg-1·d-1生药，空白对照组用等量生理盐水灌胃。每日早、晚各1次，连续灌胃7 d。末次灌胃2 h后，用质量分数为10%的水合氯醛[0.3 mL·（100 g）-1]腹腔麻醉后腹主动脉采血，2000 r·min-1离心15 min，分装过滤除菌后-20 ℃冰箱保存备用。

2.2 破骨细胞诱导及鉴定 将RAW264.7前体细胞按每孔5×104密度接种于6孔板中，加入完全培养液（含20 ng·mL-1 M-CSF+40 ng·mL-1 RANKL诱导因子及质量分数为10%的胎牛血清），37 ℃、体积分数为5%的CO2培养箱中培养，每2天换液1次。每天用倒置相差显微镜动态观察培养前体细胞生长及分化情况。培养5 d后，做破骨细胞抗酒石酸酸性磷酸酶染色鉴定。按照TRAP试剂盒说明书配置染色液，PBS冲洗待测细胞后加染色液，1组加PBS代替染色液为阴性对照组，37 ℃孵育1 h后观察。

nlc202309041602

2.3 流式细胞术检测各组破骨细胞凋亡率 将破骨细胞接种于6孔培养板，共接种24孔，加入各组培养基后培养48 h。将各组细胞培养液吸出至各个BD管内，再用PBS洗涤细胞1次，加入适量胰酶细胞消化液（不含有EDTA）消化细胞。室温孵育2 min，轻轻将贴壁破骨细胞吹打下来，防止过度消化，迅速将细胞混悬液移入有培养液的流式管，3000 r·min-1离心3 min后弃上清，收集细胞，用PBS轻轻重悬细胞并计数。取3×105重悬的细胞，1000 r·min-1离心5 min后弃上清，加入500 μL Binding Buffer混匀后，加入5 μL Annexin V-FITC，再加入5 μL Propidium Iodide混匀；室温避光反应10 min；60 min内进行流式细胞仪检测细胞凋亡率。

2.4 RANK蛋白测定 各组接种于6孔板，每组6孔，各组含药血清培养48 h后，用细胞刮刀将细胞移入蛋白裂解液。加入5X SDS-PAGE loading buffer，水煮变性蛋白，冷却后-20 ℃保存备用。经蛋白定量后，各组取等量蛋白上样进行SDS-PAGE。将载有各组蛋白的PVDF膜投入含质量分数5%的脱脂奶粉/BSA封闭缓冲液中，室温摇床孵育2 h。加入1∶800稀释的RANK一抗，4 ℃过夜。去掉一抗溶液，洗液TBS-T洗膜3次，每次10 min。加入1∶5000稀释的HRP标记的山羊抗兔IgG抗体，37 ℃摇床孵育1 h。去掉二抗溶液，用洗液洗膜5次，用凝胶图像处理系统进行分析，测出各组蛋白相对表达量。

2.5 统计学方法 采用SPSS 18.0软件进行统计分析。计量数据以表示，各组数据的统计分析采用方差分析，组间两两比较采用LSD-t检验。以P < 0.05为差异有统计学意义。

3 结 果

3.1 诱导破骨细胞观察及鉴定 RAW264.7细胞通过M-CSF+RANKL联合诱导5d后，出现大量不规则形多核细胞，细胞核呈圆形或椭圆形，染色质颗粒细小，分布均匀，胞浆伸出许多细长的伪足样突起，见图1（1）。TRAP染色结果示，细胞胞浆部位可见紫红色沉淀，细胞核染色成阴性，而阴性对照组则未见紫红色，见图1（2）、图1（3）。提示RAW264.7细胞通过M-CSF+RANKL联合诱导5 d后可获得足量破骨细胞。

3.2 各组破骨细胞凋亡率 温阳补肾方低、中、高剂量组在早期和晚期凋亡率与空白对照组比较，差异有统计学意义（P < 0.05）。温阳补肾方高剂量组在早期和晚期凋亡率分别与低剂量组、中剂量组比较，差异有统计学意义（P < 0.05）；中剂量组与低剂量组在晚期凋亡百分率比较，差异有统计学意义（P < 0.05）。见图2、表1。

3.3 Western Blot检测RANK蛋白的表达 温阳补肾方低、中、高剂量组RANK蛋白表达量与空白对照组比较，差异有统计学意义（P < 0.05）；温阳补肾方高剂量组<中剂量组<低剂量组，差异有统计学意义（P < 0.05）；温阳补肾方中剂量组与低剂量组比较，差异无统计学意义（P > 0.05）。见图3、表2。

4 讨 论

随着激素的广泛使用，激素已经远超过酒精成为股骨头坏死最主要的致病因素[5]。SANFH是由多因素综合作用而导致骨坏死和股骨头机械结构的破坏，而破骨细胞是唯一具有骨吸收功能的多核巨细胞。Rauner等[6]认为，超生理剂量的糖皮质激素可以刺激破骨细胞分化及增强其吸收活性，并可以抑制其凋亡，延长其生命周期，在SANFH的病程中发挥重要作用。另外，糖皮质激素还可以促进胶原纤维溶解，使吸收陷窝里矿物质的胶原纤维减少，从而影响破骨细胞脱落迁移到新的吸收点，使吸收陷窝变深、变宽，从而增强局部的骨吸收活性。Hong等[7]认为，糖皮质激素可抑制破骨细胞的凋亡，增强破骨细胞的活性。本实验从干预体外培养破骨细胞方面阐述温阳补肾方治疗SANFH机制。破骨细胞是高代谢的终末分化细胞，以往采用的长骨机械分离法获得破骨细胞，分离纯化较为困难，且不能增殖和传代，难以获取大量高纯度破骨细胞，故本实验选用诱导RAW264.7前体细胞向破骨细胞分化。结果显示，M-CSF 20 ng·mL-1+RANKL

40 ng·mL-1联合诱导可得到大量破骨细胞，TRAP染色呈阳性。

流式细胞仪检测凋亡的方法有多种，其中磷脂结合蛋白Annexin V-FITC/PI双标记染色最为常用。正常活细胞（图2左下象限）带负电的磷脂酰丝氨酸（phosphatidylserine，PS）定位于细胞膜内侧，不能被AnnexinV-FITC或PI染色。细胞凋亡的早期，由于细胞膜失去对称性，PS从胞膜的内侧暴露于胞膜外，成为巨噬细胞清出凋亡细胞识别的标志。凋亡早期细胞（图2右下象限）仍保持膜的完整性，碘化丙啶（PI）不能进入细胞，而凋亡晚期和发生继发坏死的细胞（图2右上象限）可同时被Annexin V-FITC/PI着色，利用流式细胞仪进行双参数分析，能计算凋亡百分率[8]。结果显示，与空白对照组比较，温阳补肾方各剂量组含药血清干预破骨细胞48 h后，各组破骨细胞出现了凋亡，在双变量流式细胞仪的散点图上各组右上象限多于右下象限，说明细胞晚期凋亡多于早期凋亡，并且和温阳补肾方的剂量呈正相关性。而各组细胞除了凋亡外也有死亡，这可能是由于RAW264.7细胞经多次传代后，分化为破骨细胞的能力减弱[9]。

在破骨细胞分化、成熟过程中，OPG/RANKL/RANK系统发挥着极其重要的作用，RANK是一种肿瘤坏死受体蛋白，位于破骨前体细胞。RANKL与RANK结合，通过介c-Jun N-端激酶（JNK）、导激酶抑制子（IKK）、细胞外信号调节激酶（ERK）、p38和src途径，引起破骨细胞内一系列酶促级联反应，使破骨细胞前细胞分化、存活、融合为成熟破骨细胞，活化并抑制其凋亡[10]。OPG是RANKL的饵受体，它与RANK竞争性地结合RANKL，从而抑制破骨细胞分化成熟，并可诱导成熟破骨细胞的凋亡。

nlc202309041602

中医学理论认为，“肾藏精，精生髓，髓生骨，故骨者肾之所主也；髓者，肾精所生，精足则髓足，髓足者则骨强”。肾中精气旺衰决定了骨骼的强弱，故应用补肾类中药可调控骨代谢。温阳补肾方（复方巴戟天合剂）是王和鸣教授经验方，方中以巴戟天温肾壮阳、强壮筋骨为君，骨碎补、淫羊藿、鹿角胶等温阳补肾药为臣，共奏温通血脉、补益肝肾、强筋壮骨之功效[11-12]。而在本研究前期动物实验中，笔者建立大鼠SANFH模型，对其股骨头骨陷窝率、成骨破骨细胞及胶原面积进行统计学分析，结果显示，中药治疗组表面有明显增多的骨祖细胞或成骨细胞，软骨细胞排列整齐，软骨下血管丰富。证明本方能激发成骨细胞活力，抑制破骨细胞功能，调节骨的代谢，促进新骨生长，保持骨小梁的完整结构，维持骨组织的力学框架，保护骨重建功能的顺利进行。魏迎辰[13]通过对建立兔SANFH模型，运用投射电镜观察模型组股骨头超微结构：软骨细胞多呈圆形状，数量少且分布稀疏，外形多皱缩，细胞核固缩呈椭圆状且染色质边聚，甚则核碎裂，产生凋亡小体。细胞质内许多空泡样脂滴形成，扩张的粗面内质网，多聚核糖体脱落，高尔基复合体较少。周围胶原纤维排列稀疏且结构紊乱。骨细胞核固缩，异染色质聚集甚至核碎裂，多被巨大脂滴压缩到一侧，细胞坏死凋亡形成空骨陷窝，周围的胶原纤维粗大且紊乱。而温阳补肾方中剂量组及温阳补肾方高剂量组，软骨细胞及骨细胞数量进一步增多，多数细胞器结构清晰且丰富，线粒体发达，多数无细胞核边聚碎裂，粗面内质网较多，周围胶原纤维分布排列致密且规则；并可以使SANFH兔血清OPG浓度上调及RANK和RANKL浓度下调，抑制破骨细胞的过度活化，恢复骨代谢动态平衡[1-2]。吴淮等[14]认为，健骨方防治股骨头坏死的机制可能通过调节OPG、RANKL水平来抑制破骨细胞活性、促进成骨形成。郑素玉等[15-17]研究发现，巴戟天含药血清可以明显抑制RANK、CAII、NFAT2 mRNA的表达，进而抑制破骨细胞的骨吸收功能及减少破骨细胞数量。刘梅洁[18]通过观察左归丸含药血清对破骨细胞分化调控因子OPG、RANKL的影响，推测中医“肾主骨”理论可能是通过对OPG、RANKL的调节而达到“主骨”的作用。本实验运用温阳补肾方含药血清干预破骨细胞48 h后，Western Blot法检测破骨细胞中RANK蛋白水平降低，打破RANKL与破骨细胞膜上特异性受体RANK的结合，从而抑制破骨细胞的分化成熟、减少破骨细胞数量，且温阳补肾方高剂量组含药血清效果最佳。

本研究结果提示，温阳补肾方能诱导破骨细胞凋亡，通过减少破骨细胞数量来保持股骨头机械结构可能是其治疗SANFH骨破坏作用机制之一。骨重建是维持骨组织代谢和力学功能的重要机制。破骨细胞进行骨吸收，而成骨细胞又不断在原位形成新骨。下一步可建立成骨细胞-破骨细胞共培养体系，观察本方对成骨细胞-破骨细胞偶联的影响，以揭示其治疗SANFH的机制。

5 参考文献

[1]宋红梅，吴斌，魏迎辰，等.温阳补肾方对兔激素性股骨头坏死血清OPG、RANK、RANKL的影响[J].中国中医骨伤科杂志，2013，21（12）：1-3，7.

[2]宋红梅，吴斌，魏迎辰，等.温阳补肾方对激素性股骨头坏死模型兔股骨头形态学的影响[J].中国中医骨伤科杂志，2014，22（3）：1-3，10.

[3]陈卫衡，王和鸣.温阳补肾中药促进骨髓基质细胞分化的实验研究进展[J].中国骨伤，2011，24（4）：352-356.

[4]黄胜杰，李媚，王和鸣.温阳补肾药对骨髓间充质干细胞促增殖的实验研究[J].中国中医骨伤科杂志，2012，20（10）：1-4.

[5]刘铁钢，陈卫衡.非创伤性股骨头坏死的流行病学研究[J].当代医学，2008，14（24）：64-65.

[6]Rauner M，Goettsch C，Stein N，et al.Dissociation of osteogenic and immunological effects by the selective glucocorticoid receptor agonist，compound A，in human bone marrow stromal cells[J].Endocrinology，2011，152（1）：103-112.

[7]Hong D，Chen HX，Ge RS，et al.The biological roles of extracellular and intracytoplasmic glucocorticoids in skeletal cells[J].J Steroid Biochem Mol Biol，2008，111（3-5）：164-170.

[8]金伯泉.细胞和分子免疫学实验技术[M].西安：第四军医大学出版社，2002：82-83.

[9]潘懿，张伟，张克勤.不同代数RAW264.7细胞分化为破骨细胞样细胞的能力研究[J].南京医科大学学报：自然科学版，2011，31（5）：616-619.

[10]Boyce BF，Xing L.The RANKL/RANK/OPG pathway[J].Curr Osteoporos Rep，2007，5（3）：98-104.

[11]李文顺，孙克民，王和鸣，等.复方巴戟天合剂治疗股骨头缺血性坏死的临床研究[J].中国中医骨伤科杂志，2006，14（2）：48-50.

[12]孙克民，王和鸣，王平，等.复方巴戟天合剂对激素性股骨头坏死大鼠模型血液流变学和血脂的影响[J].中国中医骨伤科杂志，2011，19（5）：1-3.

[13]魏迎辰.温阳补肾方治疗兔激素性股骨头坏死的实验研究[D].福州：福建中医药大学，2014：17-19.

[14]吴淮，刘文刚，曹金梅，等.健骨方对激素性股骨头坏死家兔血清OPG、RANKL的影响[J].现代医院，2011，11（7）：40-41.

[15]郑素玉，陈健，何剑全，等.巴戟天含药血清对成骨-破骨细胞共育体系CAⅡ、NFAT2mRNA表达的影响[J].中国骨质疏松杂志，2013，19（2）：120-124，134.

[16]何剑全，陈健，郑素玉，等.巴戟天含药血清对原代破骨细胞RANK和CAII mRNA 表达的影响[J].中国骨质疏松杂志，2013，19（5）：469-475.

[17]付长龙，潘彩彬，刘国强，等.药对巴戟天-杜仲总多糖的含量测定及其对大鼠软骨细胞增殖的影响[J].风湿病与关节炎，2014，3（6）：23-26.

[18]刘梅洁，鞠大宏，赵宏艳，等.“肾主骨”的机理研究-左归丸含药血清对破骨细胞分化调控因子OPG、RANKL蛋白表达的影响[J].中国中医基础医学杂，2009，15（3）：184-187.

收稿日期：2015-01-04；修回日期：2015-03-09

破骨细胞 第3篇

腺苷脱氨酶 (ADA) 是体内调节腺苷和脱氧腺苷代谢的关键酶[7]。ADA不仅降解细胞内的腺苷, 也负责降解能够引起淋巴细胞毒性的细胞外腺苷[7,8]。由于基因突变导致ADA的先天性缺乏, 会引起基因缺陷性疾病[9]。近年来的研究表明, 脱氧NTP的不足会导致严重的“复制压力”, 从而破坏细胞中的DNA, 引起炎症性疾病, 如严重的骨吸收疾病[10]。本研究主要是用大鼠的全骨髓细胞的培养体系来研究甲氨蝶呤对ADA的抑制现象, 并希望通过联合用药, 提高对风湿性颞下颌关节炎的疗效。

1 材料和方法

1.1 材料

实验动物:4周龄SD雄性大鼠, 清洁级, 体质量100~120 g和5周龄雌性Lewis大鼠, 清洁级, 体质量100~120 g, 由九动株式会社 (鸟栖, 日本) 提供, 所有的动物试验都是根据九州大学制定的护理和使用动物指南而进行的。主要试剂及仪器:α-Minimum Essential Medium (α-MEM;cat#12000-022) 、胎牛血清和青霉素购于Invitrogen公司 (大岛, 纽约) 。1, 25- (OH) 2D3购于英国普利茅斯生物研究实验室。ADA抗体 (H-300) SC-25747购于圣克鲁斯生物技术 (美国) 。第二抗体:过氧化物酶偶联的抗兔Ig G和抗体 (ECL) 试剂盒购于Amersham Biosciences公司 (白金汉郡, 英国) 。甲氨蝶呤、核苷、脱氧核苷、TRAP染色试剂盒和转录-聚合酶链反应试剂盒购于美国Sigma公司。

1.2 方法

1.2.1 骨髓培养系统

全骨髓细胞培养系 (破骨细胞形成系) :将4周龄SD雄性大鼠用异氟烷麻醉后, 无菌条件下取其胫骨和股骨, 剪掉骨垢端暴露骨髓腔, 然后用25号注射针冲出全骨髓细胞, 调整细胞浓度, 用24孔培养板 (1×106cells/孔) 或10 cm培养皿 (1×106cells/皿) , 在37℃、体积分数5%CO2培养箱中培养, 培养液为含15%FBS的α-MEM培养液。其中添加1α, 25-二羟维生素D3 (浓度为10-8mol/L) , 加热处理ROS17/2.8细胞培养基 (HT-ROS CM) 浓度为10%。培养4或5 d后, 进行TRAP染色, 其中含有3个以上的核的TRAP阳性细胞作为破骨细胞样多核细胞进行计数[11]。

药物添加: (1) 在24孔培养板中分别加入甲氨蝶呤及核苷4行10列, 每行的药物添加顺序为:对照组 (0) , 甲氨蝶呤+腺苷, 甲氨蝶呤+鸟苷, 甲氨蝶呤+胞苷, 甲氨蝶呤+尿苷, 甲氨蝶呤+脱氧腺苷, 甲氨蝶呤+脱氧鸟苷, 甲氨蝶呤+脱氧胞苷和甲氨蝶呤+胸苷。甲氨蝶呤的质量浓度为1μmol/L;核苷和脱氧核苷的质量浓度为200μmol/L。每列添加4孔 (n=4) , 第1列为对照组, 不添加药物。 (2) 在10 cm培养皿共有3组, 每组的药物添加顺序为: (1) 对照组 (0) , 不添加药物; (2) 甲氨蝶呤质量浓度为1μmol/L; (3) 甲氨蝶呤1μmol/L+脱氧腺苷200μmol/L, 用来提取总RNA。

1.2.2 定量RT-PCR

使用TRIzol试剂 (Invitrogen公司, 美国, 加州) , 根据manufacturer法从培养的细胞来提取细胞总RNA, 并使用RT-PCR试剂盒 (Takara, 京都, 日本) 来进行半定量RT-PCR。此试验主要是在全骨髓细胞培养系中, 分析甲氨蝶呤如何影响ADA mR-NA的表达。用于PCR的引物, 如表1所示。PCR产物在1.5%琼脂糖凝胶上进行电泳和用溴化乙锭染色后, 在UV光下显色。

1.2.3 统计学分析

使用SPSS 10.0统计学软件, 采用单因素方差分析, 对2种不同细胞系不同浓度药物处理后TRAP阳性细胞进行统计学处理, 各组与第二组 (MTX=1μmol/L) 作比较, 并采用Newman-Keuls多重比较, 以P<0.05为差异有显著性意义, ***:P<0.001。

2 结果

2.1 在核苷中脱氧腺苷和腺苷可拮抗甲氨蝶呤对破骨细胞形成的抑制

细胞试验结果显示:低剂量的甲氨蝶呤能够显著的抑制破骨细胞的形成, 只有脱氧腺苷和腺苷能够有效地拮抗甲氨蝶呤对破骨细胞形成的抑制 (图1) 。

2.2 甲氨蝶呤在全骨髓细胞培养系中抑制了ADA mRNA的表达

在全骨髓细胞试验体系中, 用半定量RT-PCR来进行评估并发现甲氨蝶呤抑制了ADA mRNA的表达。当加入脱氧腺苷后, 甲氨蝶呤对ADA的抑制作用有所减弱 (图2) 。

3 讨论

细胞试验结果显示:低剂量的甲氨蝶呤能够显著抑制破骨细胞的形成, 而且只有脱氧腺苷和腺苷能够有效地拮抗甲氨蝶呤对破骨细胞形成的抑制。而腺苷和脱氧腺苷在细胞外主要来源于凋亡细胞DNA的降解, 在细胞内主要来源于生理的核酸合成, 同时这些核苷和脱氧核苷在体内又被磷酸化而用来合成ATP或脱氧ATP并被利用合成DNA。细胞外的腺苷能够通过其位于细胞表面的腺苷受体发挥炎症介质的作用, 最近的研究表明, 腺苷通过其细胞表面受体A2bAR能够完全取消甲氨蝶呤对破骨细胞形成的抑制机制[12]。

ADA是存在于体内主要来降解腺苷和脱氧腺苷的关键酶, 抑制ADA会引起细胞外脱氧腺苷浓度异常增高从而会影响DNA的合成。据临床报道, 在风湿性关节炎患者的滑膜液中, ADA的浓度比正常人要高很多[13], 甲氨蝶呤会引起细胞外腺苷浓度的浓度升高[14,15]。而同样细胞试验也表明:甲氨蝶呤会抑制ADA的表达, 根据目前的数据可以推测, 由于甲氨蝶呤可能抑制ADA的表达, 从而引起了腺苷和脱氧腺苷的聚集, 反过来又影响了甲氨蝶呤的治疗效果。

一般情况下, 细胞内的脱氧腺苷是在细胞内生理合成 (de novo) 或者通过核苷转运由细胞外的脱氧腺苷补充, 而细胞的外脱氧腺苷的主要来源是凋亡细胞的DNA[16]。正常的生理情况下, 细胞内外的脱氧腺苷平衡是必不可少的。当病理过程发生时, 脱氧腺苷浓度平衡就有可能被打破, 脱氧腺苷的“复制压力” (replication stress) 就会发生, DNA合成就会受到抑制, 此时脱氧胞苷激酶就会发挥着至关重要的作用, 以避免“复制压力”。这种酶会将脱氧胞苷磷酸化来形成d CMP, 继而合成DNA, 它还能够将脱氧腺苷和脱氧鸟苷分别催化为d AMP和d GMP, 从而缓解脱氧腺苷的“复制压力”[17]。因此可以设想:如果把脱氧胞苷激酶引进甲氨蝶呤对炎症性骨吸收的治疗系统, 就有可能解决甲氨蝶呤疗效不良的问题。另一方面腺苷表面受体拮抗剂的研究也是解决甲氨蝶呤疗效不良的一个途径。当然新的因子的加入必然会引起整个核苷代谢系统的改变, 所以有待对炎症性骨吸收和腺苷代谢的更进一步研究。

摘要：目的:研究腺苷脱氨酶 (ADA) 和甲氨蝶呤 (MTX) 对破骨细胞形成的作用。方法:用大鼠的全骨髓细胞培养体系 (WBMCs) 来评价破骨细胞形成。用半定量RT-PCR来评估MTX对ADA mRNA水平的影响。结果:全骨髓细胞培养系中, 只有腺苷和脱氧腺苷消除了MTX对破骨细胞形成的抑制作用;MTX可抑制ADA mRNA的表达。结论:MTX抑制ADA表达, ADA表达下降使腺苷和脱氧腺苷表达升高, 使MTX对破骨细胞的抑制作用减弱。

破骨细胞 第4篇

1 材料与方法

1.1 材料

α- MEM培养基(Gibco,美国);胎牛血清(Hyclone,美国);1,25- (OH)2D3,Dexamethasone(Sigma,美国); SupperScript Ⅱ逆转录试剂盒,DNase Ⅰ(Invitrogen);PCR 试剂(MBI,立陶宛); GeneAmp PCR System 9600(PE公司,美国);FTC2000 荧光定量PCR仪(枫岭公司,加拿大);流体切应力加力系统(专利号:200420034438)。

1.2 破骨细胞的原代培养、鉴定和纯化

取SD大鼠四肢长骨的骨髓细胞,以1,25- (OH)2D3联合地塞米松诱导培养,培养第7 天,Trap染色、甲苯胺蓝染色和扫描电镜观察鉴定破骨细胞,0.25%胰蛋白酶/0.02% EDTA进行细胞纯化[2]。

1.3 破骨细胞的体外加力

按加载 的 力 值 和 持 续 时间分2 组:(1)力值组:分别对 细 胞 施 加0(对照)、 0.9、 3.2、 8.9、 18.7 dyne/cm2的流体切应力,时间为30 min; (2)时间组:对细胞施加3.2 dyne/cm2的流体切应力,持续时间分别为0(对照)、15、 30、 60 min。每组实验各进行3 次。呈单层排列的细胞受到流体切应力的计算公式为[3]:τ= 6 μQ/wh2。其中μ为培养基表观粘度,Q为流量,w为流槽宽度,h为流槽高度。由血液流变仪测出α- MEM培养基37 ℃时,μ=0.75210-3Pa/s。将加力装置[4]按设计要求安装。系统中加入无血清的α- MEM 培养液(37 ℃)200 ml,保持蠕动泵提供的流量恒定。将载有纯化后的破骨细胞的载玻片放入流槽内,形成密闭的流室。分别对细胞施加相应的流体切应力。

1.4 实时荧光定量巢式RT- PCR

1.4.1 总RNA的提取和cDNA的合成

Trizol法提取总RNA,1%琼脂糖凝胶电泳检验。cDNA反转录试剂盒合成cDNA。进行Cat K mRNA内、外侧引物和管家基因GAPDH TaqMan 探针的设计和合成(表 1)。将cDNA产物进行巢式PCR,第一轮PCR扩增条件:94 ℃预变性2 min;94 ℃变性20 s、55 ℃复性30 s、72 ℃延伸40 s,循环15 次;72 ℃延伸5 min。第二轮PCR扩增条件: 94 ℃预变性2 min;94 ℃变性20 s、55 ℃复性30 s、72 ℃延伸40 s,循环35 次;72 ℃延伸5 min。

注: Cat K:组织蛋白酶 K; GAPDH:管家基因

1.4.2 RT- PCR 对第二轮PCR产物2%琼脂糖电泳,检验无误后,行RT-

PCR。反应体系:10PCR缓冲液3 μl、25 mmol/L MgCl2 3 μl、25 mmol/L dNTPs 0.36 μl、10 μmol/L Cat K内侧上、下游引物各1 μl、10 μmol/L GAPDH探针1 μl、5 U/μl Taq酶 0.3 μl、ddH2O 15.34 μl、巢式PCR产物 5 μl;扩增条件:94 ℃ 2 min; 94 ℃ 20 s、 55 ℃ 30 s、60 ℃ 40 s,循环45 次。

1.4.3 检测结果的计算

扩增反应结束后,绘制相应的扩增动力学曲线。根据曲线确定样品管中荧光强度增加到阈值时的扩增循环数(Ct值),根据Ct值与标准模板初始拷贝的对数值作图,得到该样品的标准曲线。假设实验组相对于对照组中Cat K的相对表达量为Z,根据公式计算Z=2-△△CT,△△Ct = (CtCat K- CtGAPDH)实验组- (CtCat K- CtGAPDH)对照组[5]。

1.5 统计学分析

采用SPSS 11.0统计软件进行统计分析,对各组相对拷贝数进行单因素方差分析,α=0.05, P<0.05具有统计学差异。

2 结 果

2.1 破骨细胞的原代培养、纯化和鉴定

倒置显微镜下观察,破骨细胞呈煎蛋形、漏斗形等不规则形态,有伪足和丝状突起,含多个细胞核。在细胞培养7 d, 0.25%胰蛋白酶/0.02%EDTA消化6～8 min后,纯化率可达90%(图 1)。Trap染色的破骨细胞胞质呈红色阳性反应,胞核阴性(图 2)。甲苯胺蓝染色的骨吸收陷窝为蓝色异染区,呈圆形、腊肠形等形态(图 3)。扫描电镜观察:吸收陷窝呈圆形、椭圆形或不规则形,底面粗糙,有纤维样基底(图 4)。

2.2 RNA 分析和扩增效率分析

总RNA经1%琼脂糖凝胶电泳,28 S、18 S条带清晰可见,无DNA污染条带,无降解条带(图 5)。常规PCR产物经2%琼脂糖凝胶电泳,Cat K和GAPDH条带清晰,未见杂带,相应的碱基数目正确(图 6)。

假定标准模板样品每毫升的初始拷贝数为x107、x106、x105、x104,以样品拷贝数的对数为横坐标,Ct值为纵坐标,拟合Cat K和GAPDH的标准曲线(图 7),其回归系数均大于0.96,拟合满意。利用标准曲线以公式计算扩增效率Ex [5]:Ex=101/-k(k为标准曲线的斜率),Cat K与GAPDH的Ex值近似相同,约为2.1。

2.3 不同流体切应力作用下Cat K mRNA的表达

力值组中,各加力样本Cat K mRNA的相对拷贝数均比对照组(0 dyne/cm2)低。随着力值的增加,各组样本的Cat K mRNA相对拷贝数的均值逐渐减少(P<0.05)(表 2);在时间组中,各加力样本Cat K mRNA的相对拷贝数均比对照组(0 min)低。随着加力时间的延长,各组样本的Cat K mRNA相对拷贝数的均值逐渐减少(P<0.05)(表 3)。

3 讨 论

骨组织中的骨陷窝、 骨小梁等构成陷窝-小管网络系统,其中充满了组织液。动态的生理性轴向或曲载荷产生局部的梯度压力,使组织液从受压区域向拉伸区域流动。在无外源性载荷的生理情况下,由骨内膜血管系统及骨膜表面的淋巴引流系统间的梯度透壁压力驱动,也产生类似的缝隙液体流动[6]。Knothe等[6]证实了骨矿化基质中流体的存在,提示流体切应力可能是与骨改建相关的力学信号之一。

作为正常生理条件下唯一具有骨吸收功能的细胞[7],破骨细胞的力学研究对探讨骨改建的机制具有重要意义。Shibata等[8]对破骨细胞施加机械牵张应力,TRAP、Cat K等基因表达受到抑制,诱导型一氧化氮合酶的表达增强,NO合成量升高。Kulkarni等[9]认为,流体切应力可能通过刺激骨细胞细胞外基质磷酸化糖蛋白的表达,使骨保护素的表达上调,从而抑制破骨细胞的形成。McAllister 等[10]首次报道了来源于骨髓的SD大鼠破骨样细胞是流体切应力敏感细胞,流体切应力促进破骨细胞前列腺素E2和NO的释放。

骨有机质的降解依赖蛋白酶的作用,如组织蛋白酶和基质金属蛋白酶。其中,Cat K系木瓜蛋白酶家族成员,是破骨细胞特征性高表达的溶酶体酶,在骨基质的降解和改建中发挥重要作用[1]。Cat K可使成年骨内的不溶性I型胶原完全降解,还能降解Ⅱ型胶原、骨桥接素和骨连接素。目前,尚未见文献报道流体切应力作用下破骨细胞Cat K表达水平的相关研究。

本研究采用平行平板流体切应力加载系统,对纯化后的SD大鼠破骨细胞,施加流体切应力,实时荧光定量巢式RT- PCR检测Cat K mRNA的表达。结果显示,随着力值的增加和作用时间的延长,破骨细胞Cat K mRNA的表达量均呈下降趋势。说明在流体切应力(0.9～18.7dyne/cm2,30 min和3.2 dyne/cm2,15～60 min)作用下,破骨细胞Cat K mRNA的表达受到抑制,其表达水平分别与力值和加载时间存在负相关关系。本研究结果提示,流体切应力可能通过改变破骨细胞胞内功能性酶(如Cat K)的转录水平而影响骨吸收。有关的作用机制尚不清楚,还需进一步研究。

参考文献

[1]Costa AG,Cusano NE,Silva BC,et al.Cathepsin K:Itsskeletal actions and role as a therapeutic target in osteoporo-sis[J].Nat Rev Rheumatol,2011,7(8):447-456.

[2]董强,梁星,陈悦,等.胰酶消化法纯化诱导不同年龄段SD大鼠骨髓破骨细胞的体位培养[J].华西口腔医学杂志,2006,24(4):350-352,361.

[3]Frangos JA,McIntire LV,Eskin SG.Shear stress inducedstimulation of mammalian cell metabolism[J].BiotechnolBioeng,1988,32(8):1053-1060.

[4]陈明,梁星,王魏新,等.可用于体外培养破骨细胞的流体剪应力系统[J].生物医学工程学杂志,2005,22(2):288-292.

[5]Livak KJ,Schmittgen TD.Analysis of relative gene expres-sion data using real-time quantitative PCR and the 2(-DeltaDelta C(T))method[J].Method,2001,25(4):402-408.

[6]Knothe Tate ML,Steck R,Forwood MR,et al.In vivo dem-onstration of load-induced fluid flow in the rat tibia and itspotential implications for processes associated with functionaladaptation[J].J Exp Biol,2000,203(Pt 18):2737-2745.

[7]Negishi-Koga T,Takayanagi H.Ca2+-NFATc1 signaling isan essential axis of osteoclast differentiation[J].ImmunolRev,2009,231(1):241-256.

[8]Shibata K,Yoshimura Y,Kikuiri T,et al.Effect of the re-lease from mechanical stress on osteoclastogenesis inRAW264.7 cells[J].Int J Mol Med,2011,28(1):73-79.

[9]Kulkarni RN,Bakker AD,Everts V,et al.Inhibition of os-teoclastogenesis by mechanically loaded osteocytes:Involve-ment of MEPE[J].Calcif Tissue Int,2010,87(5):461-468.

破骨细胞 第5篇

关键词：骨保护素,牙齿萌出,破骨细胞,RANKL

牙齿萌出是牙胚、牙槽骨以及诸多细胞及其分子相互作用的、复杂且被严密调控的生理现象。在牙齿萌出过程中, 需要分化成熟的破骨细胞 (osteoclast, OC) 作用于向的牙槽骨, 促使骨吸收以形成牙齿的骨性萌出通道。近年来的研究已证实, 肿瘤坏死因子 (tumor necrosis factor, TNF) 超家族成员核因子κB受体活化剂配体 (receptor activator of the nuclear factor- Kappa B ligand, RANKL) 具有调节OC增殖、分化、融合、激活和凋亡的作用, 是OC生成的最终效应因子。而骨保护素 (osteoprotegerin, OPG) 是OC一个重要的负调节因子, OPG与RANKL的结合可阻断OC发生的RANK /RANKL信号通路, 抑制OC对骨骼的吸收作用[1]。本实验采用免疫组织化学的方法观察OPG对犬下颌第三前磨牙方组织相应细胞中 RANKL表达的影响, 探讨其在犬牙齿萌出过程中的作用机制。

1 材料和方法

1.1 动物分组和用药

同窝生7 d本地犬6 只, 体重0.6～0.65 kg, 食母乳, 母犬自由摄取水和饲料, 清洁喂养。6 只动物随机分为骨保护组和对照组。于实验第 1、2、3 天对照组皮内注射生理盐水; OPG组皮内注射OPG (批号bs- 0431p, 博奥森, 北京) , 每日1.5 mg/kg。所有动物于用药开始满5 d后灌注并断颈处死。

1.2 组织标本制作

实验犬以速眠新Ⅱ注射液按0.2 ml/kg肌注麻醉, 颈总动脉插管, 40 g/L多聚甲醛磷酸缓冲液灌注, 组织内固定, 分离上、下颌骨, 40 g/L多聚甲醛磷酸缓冲液外固定24 h (4 ℃) , 上、下颌骨于甲酸钠脱钙液中4 ℃脱钙, 2 周后分切成小块, 再脱钙2 周。脱钙后, 分切, 修整, 碳酸锂溶液中和, 流水冲洗12 h, 脱水, 石蜡包埋, 制作5 μm石蜡切片。

1.3 染色

1.3.1 HE染色

切片脱蜡至水, 常规HE染色, 100 倍显微镜下观察牙齿萌出前期牙胚方组织结构。

1.3.2 酶组化染色和免疫组化染色

切片脱蜡至水, 按试剂盒 (TRAP染色试剂盒, 中国医学科学院血液病研究所) 说明分别对标本进行酶组化染色以及免疫组化染色 (RANKL山羊抗人多克隆抗体, Santa Cruz公司, 美国) 并设阴性对照组, 苏木精轻度复染, 梯度乙醇脱水, 二甲苯透明, 中性树胶封片, 显微镜下观察。

1.4 结果判定与统计学处理

可见多核的破骨细胞TRAP染色阳性, 酶活性部位呈酒红色, 分布于细胞胞质内, 细胞核呈蓝色, 高倍视野下 (20) 单盲法随机选取牙胚方牙槽骨区域内的 5 个视野对OC进行细胞计数, 计算平均值。

应用 MeSa Cybemetics公司的 Image- ProPlus- 5.1图像分析软件, 观察犬下颌第三前磨牙骨内萌出阶段方组织内的OC、牙囊细胞和成釉细胞, 2 组分别选取经免疫组化染色的切片各10 张, 对每张切片RANKL阳性着色的OC (胞膜及胞质呈棕黄色, 细胞核呈蓝色) 、牙囊细胞和成釉细胞分别随机选取 5 个视野进行平均吸光度值 (average optical density, A) 测定, 计算平均值。运用 SPSS 13. 0统计分析软件分别对实验组和对照组牙胚方组织中OC的均值、吸光度值进行t检验。

2 结果

2.1 HE染色结果

乳牙牙胚已形成部分牙本质和牙釉质;成釉细胞、成牙本质细胞高柱状, 胞核椭圆形, 远离基底膜, 整齐排列, 极性倒置明显 (图1) 。对照组牙胚邻近的牙槽骨有多数吸收陷窝, 可见OC沿牙槽骨排列成一排;实验组用药 (OPG) 后OC数量明显减少。

2.2 OC数量

高倍镜下2 组均可见 TRAP阳性细胞存在, 多数周围有骨陷窝, 但数量不一。对照组的OC数量较多, 约为 (7.6±1.613) 个; 实验组用药 (OPG) 后, OC受到抑制, 数量减少 (3.6±1.218) 个, 经 t检验, 2 组间差异有显著性 (P<0.05) (图 2、3) 。

2.3 RANKL免疫组化染色结果

对照组牙胚冠部牙本质、釉质已经形成和矿化, 成釉细胞呈高柱状, 染色阳性, 成牙本质细胞, 牙囊细胞和接近牙胚的牙槽骨陷窝OC内均可见 RANKL免疫组化染色强阳性的细胞, 呈深棕色, 有较致密的片状沉淀或胞质棕色沉淀, 分布均匀 (图 4) ; 而加药组牙胚方组织中RANKL免疫组化染色呈弱阳性 (图 5) 。牙胚方组织细胞 RANKL吸光度值检测结果见表 1。

3 讨论

本实验选择出生15 d犬为实验动物, 因犬有2 副牙齿, 乳牙在一定阶段进行替换, 与人类牙齿的发育较接近, 具有研究价值。

牙齿的萌出过程中牙齿形成细胞、牙囊、周围牙槽组织以及各种细胞因子都起到调节作用。在这个过程中, 某一环节的改变可引起牙齿萌出异常, 甚至不萌。有研究发现犬前磨牙萌出开始前, 大量的单核细胞移向牙囊的冠方, 而牙囊冠方1/3区域牙槽骨中有大量的OC浸润, 单核细胞具有OC的部分特征, 在一定的条件下可向OC分化。可见单核细胞、OC与牙齿萌出有密切关系, 即在牙齿萌出前期需要分化成熟的OC作用于牙槽骨形成骨性萌出通道。有研究者在实验中发现: 小鼠下颌第一磨牙约在出生后第 15天萌出, 并在萌出前 5～10 d时整个牙胚周围的颌骨内都有大量的OC, 而在萌出前3 d后, 牙胚周围各部位的OC量均逐渐减少[2]。而犬萌出的第一个磨牙是第三前磨牙, 于出生后21～28 d萌出。因此本实验选用出生 15 d的犬下颌第三前磨牙作为观察对象, 推测此时犬牙胚方的OC量较多, 便于实验观察。

RANKL在牙齿的萌出中起很重要的作用。目前已经认识到OC的发育、分化与成骨细胞关系密切, RANKL位于成骨/基质细胞胞膜上, 在各种刺激骨吸收的因子作用下, 诱导成骨/基质细胞膜上表达RANKL, 使之与前体细胞上的受体RANK (是RANKL发挥促OC分化作用的唯一靶信号受体) 结合, 将信号传入破骨细胞前体细胞, 引起级联扩增反应, 使其分化为具有骨吸收活力的成熟OC。有实验证实 RANKL基因敲除的小鼠无牙齿萌出[3]。我们在实验中也发现: RANKL的阳性信号出现在牙囊周围和接近牙胚的牙槽骨陷窝中的OC、牙胚的成釉细胞、成牙本质细胞中, 与白玉娣等[4]的研究相符合, 提示在牙齿萌出过程中, 其方组织可以表达 RANKL刺激OC增殖、分化, 从而促进牙齿的萌出。

骨保护素 (OPG) 是近年来骨代谢研究领域新发现的一种可溶性肿瘤坏死因子受体, 具有抑制OC形成、分化和增加骨密度等功能, 是抑制骨吸收的关键因子, 在OC的发生、分化发育过程中起核心作用, 其他的骨吸收因子可能部分或全部通过调节OPG生成这一途径而发挥作用[5]。Wise 等[6]在实验中发现:对出生后第3 天的大鼠直接注射OPG或是注射蛋白激酶C的活化剂 PMA (phor bolmyristate acetate) 间接增加 OPG都能延迟牙齿的萌出, 说明OPG参与调控牙齿的萌出过程。本研究发现出生15 d的犬下颌第三前磨牙牙胚方牙槽骨OC数量多, 而用药后, OPG组平均OC数较对照组有明显减少, 免疫组化显示 RANKL的表达强度明显较对照组减弱。分析原因 ①外源性的OPG作为诱导假受体与RANKL结合, 竞争性抑制RANKL与RANK之间的信号传递, 从而抑制OC生成、分化、增殖, 减少其数量, 进一步说明了OPG可能通过OPG- RANKL- RANK环路抑制OC分化与成熟。 ②最近研究表明OPG可与OC表面表达的一种OPG结合蛋白F- 肌动蛋白结合, 直接抑制成熟破骨细胞的骨吸收活性, 此时OC功能减弱, 表达RANKL的功能也减弱。而这种F- 肌动蛋白环组成了OC的框架结构, 这种环状结构出现在OC骨吸收亮区相应的周边区域, 可以启动骨吸收。

牙齿萌出过程中, 其中除了需要在牙齿萌出前期成熟OC作用于牙槽骨形成骨性萌出通道外, 还需要在牙齿萌出的中、晚期逐步抑制OC的作用以保证牙齿顺利萌出的同时能稳固的保留于牙槽骨中, 使牙齿萌出过程成为动态平衡过程。 而内源性因子OPG可负调节OC的增殖、分化和成熟, 不至于出现牙槽骨过度吸收、牙齿松动甚至脱落的现象。这为通过骨保护素的检测研究牙齿的萌出异常提供一种新的思路, 同时也为口腔临床上各种原因引起的牙根内外吸收、牙周病的治疗提供一定的参考。

参考文献

[1]Hofbauer LC, Khosla S, Dunstan CR, et al.The roles of os-te oprotegerin and osteoprotegerin ligand in the paracrine reg-ulation of bone resorption[J].J Bone Miner Res, 2000, 15 (1) :2-12.

[2]Heinrich J, Bsoul S, Barnes J, et al.CSF-1, RANKL and OPG regulate osteoclastogenesis during murine tooth eruption[J].Arch Oral Biol, 2005, 50 (10) :897-908.

[3]Odgren PR, Kim N, MacKay CA, et al.The role of RANKL (TRANCE/TNFSF11) , a tumor necrosis factor family mem-ber, in skeletal development, effects of knockout and trans-genic rescue[J].Connect Tissue Res, 2003, 44 (suppl1) :264-271.

[4]白玉娣, 杨富生, 高蓉.骨保护素配体在犬乳恒牙替换阶段的表达[J].牙体牙髓牙周病学杂志, 2003, 13 (5) :257-259.

[5]梅陵宣, 曹寅, 吴迪, 等.骨保护素基因修饰的Cos27细胞系的培养与鉴定[J].实用口腔医学杂志, 2005, 21 (3) :322-326.