马铃薯的组织培养技术

马铃薯的组织培养技术（精选8篇）

马铃薯的组织培养技术 第1篇

马铃薯脱毒种苗组织培养技术要点

班级：园艺112

姓名：马寅

学号：201101070202 摘要：各种病毒、真菌、细菌等对马铃薯的侵染是导致我国马铃薯单产较低的主要原因，马铃薯脱毒种苗有巨大应用前景。本文综合介绍了茎尖培养脱毒法组织培养的各技术要点，收集前沿技术信息。论述了马铃薯脱毒种苗组织培养过程中以及移栽处理。

关键词：马铃薯脱毒种苗 组织培养 移栽

1、马铃薯产业现状及危害其生产的主要因素

栽培种的马铃薯(SolanumtuberosumL．，2n=48)是双子叶种子植物．属茄科(Solanaceae)茄属(Solanum)一年生喜凉草本植物【l】。又名洋芋、土豆，原产南美洲，在我国已有300多年的栽培历史。马铃薯生育期短，产量高，营养丰富，是典型的粮菜两用型作物，是我国四大栽培作物之一。【2】世界马铃薯面积分布的最大特点是以欧、亚两洲种植为主，两者种植面积占世界马铃薯总面积的78％，其中中国、俄罗斯、乌克兰、印度四大生产国占世界种植面积的1／2。而马铃薯的发源地南美洲种植面积只占世界马铃薯总面积的5％。除整个美洲大陆保持相对稳定外，欧洲的种植面积在持续减少，而亚洲、非洲的种植面积在不断增加。马铃薯在生产上绝大多数是利用块茎进行无性繁殖。国际马铃薯中心(CIP)和国际食品政策中心(IFPRI)合作研究表明，到2020年为止，全世界对马铃薯的需求将有望增长40％。超过水稻、小麦和玉米的增长。特别是亚洲和非洲对马铃薯的需求将增长更快。[1]

2、马铃薯组织培养的理论体系及研究现状

2.1组织培养及马铃薯组织培养的发展史

19世纪30年代，德国植物学家施莱登和德国动物学家施旺创立了细胞学说，根据这一学说，如果给细胞提供和生物体内一样的条件，每个细胞都应该能够独立生活；1902年，德国植物学家哈伯兰特细胞全能性的理论是植物组培的理论基础。1958年，一个振奋人心的消息从美国传向世界各地，美国植物学家斯蒂瓦特等人，用胡萝卜韧皮部的细胞进行培养，终于得到了完整植株，并且这一植 株能够开花结果，证实了哈伯兰特在五十多年前关于细胞全能的预言。植物组培的简单过程如下：剪接植物器官或组织——经过脱分化（也叫去分化）形成愈伤组织——再经过再分化形成组织或器官——经过培养发育成一颗完整的植株。

1955年法国人莫勒尔和他的同事们以马铃薯茎尖为外植体成功地产生无病毒植株，以马铃薯茎尖为外植体成功地产生无病毒植株，20世纪60年代以后由于组织培养技术日趋成熟和完善，世界各地的植物组织培养研究和产业化应用进入迅速发展阶段，几乎所有的马铃薯生产国都使用这项技术进行脱毒快繁，并部分地进行育种研究。2.2脱毒种苗

马铃薯系无性繁殖作物，在生长期间容易受病毒侵染造成退化。一旦感染病毒，无有效药治，病毒在薯块内的积累是导致马铃薯品质、产量下降的主要原因。为了解决这一问题，我国于 20世纪 70 年代初引进了马铃薯茎尖脱毒技术，1976年于内蒙古建立了第 1 个马铃薯脱毒原种场，80 年代逐渐普及到各省、市、自治区。

目前，马铃薯脱病毒的方法主要有 5 种: 茎尖培养脱毒法、热处理脱毒法、热处理结合茎尖培养脱毒法、化学处理脱毒法、愈伤组织培养脱毒法，其中应用最广泛的是茎尖培养脱毒法及其与热处理法相结合的方法。脱毒种苗可以显著减少马铃薯生长期间的病虫害，进而提高马铃薯产量和品质。[4]相关实验及研究已表明，马铃薯脱毒试管苗生长较其他植物组培容易，是组织培养中的模式植物。2.3微型种薯

马铃薯试管薯是指在培养瓶内通过诱导，于试管苗叶腋间形成的直径为2 ～ 10 mm 大小的块茎。微型薯良种繁育体系减少了种薯繁殖周期和有关环节，能够有效保证质量，提高生产水平，加快推广，减少用种量。目前，美国、荷兰等许多国家都在应用微型种薯繁育体系，有的国家已实行了法制化的良种繁育制度。我国在微型种薯方面的研究也取得了一定进展，毛碧增等成功建立了东农303 的高效脱毒微型薯诱导及繁育体系；刘华等用B9结合光照处理诱导试管薯，结果发现所有的黑暗处理都比光周期处理的结薯率高。[3]将脱毒苗定植在网棚，或原原种大田，生产原原种，或定植在温室或网室内诱导脱毒微型薯形成。目前微型薯生产主要采取两种方式：一是试管诱导培养生产微型薯；二是培养试管苗，2 然后通过扦插繁殖，并移栽于无土介质中生产微型薯。[4] 2.4茎尖培养脱毒法及其与热处理法

马铃薯在栽培过程中，植株逐年变小．叶片皱缩卷曲，叶色浓淡不均，茎杆矮小细弱，块茎变形龟裂，产量逐年下降，这些都表明马铃薯已经发生退化。种薯退化是弓1起产量降低和商品性状变差的主要原因聊。据此，科学家从植物生理学、生物化学、栽培技术、栽培环境、种薯贮藏条件、病虫害侵染等方面对马铃薯“退化”进行了深入的研究。研究表明：各种病毒、真菌、细菌等对马铃薯的侵染是导致我国马铃薯单产较低的主要原因。

目前，已知的马铃薯侵染病毒约有30种，由于马铃薯育种体系尚不健全，农民自留种现象普遍致使病毒感染面积占到栽培总面积的80％以上。在我国广大马铃薯产区，危害马铃薯的5种主要病毒为马铃薯x病毒(PVX)、马铃薯A病毒和Y病毒(PVA，PVY)、马铃薯S病毒(PVS)、马铃薯卷叶病毒(PLILV)，以及马铃薯纺锤块茎类病毒(PSTVD)。其中PVY、PLRV是危害最为严重的2类病毒。[5]

3、马铃薯茎尖脱毒技术的操作规程

3.1材料的选择

实践证明，同一个品种个体之间在产量上或病毒感染程度上都有很大的差异。进行茎尖分生组织培养之前．应于生育期对准备进行脱毒复壮的马铃薯品种或材料，进行田间株选和薯块选择，选择具有该品种典型特性、生长健壮的单株(或无性系)，结合产量情况，选择高产、大薯率高、无病斑的单株作为茎尖脱毒的基础材料，以提高脱毒效果。由于马铃薯纺锤块茎类病毒病(PSTV)在目前用植物茎尖分生组织方法很难脱掉，在进行茎尖剥离脱毒前，应先对人选的块茎进行PSTV检测，淘汰带有PSTV的薯块。[5][6] 3.2材料处理

为提高脱毒效果，脱毒材料在进行茎尖组织剥取前，应进行材料的热处理，以钝化病毒的活性，消除马铃薯卷叶病毒，提高脱毒效果。把入选的马铃薯块茎进行打破休眠和催芽处理，当薯块顶芽生长至lcm后，转入光照培养箱内，以每天12h光照，照度3()()()lx，37℃的高温处理6—8周。3.3取材和消毒

剪取经过热处理后发芽块茎上2～3cm长的芽若干个．用软毛刷轻轻逐个刷 洗后放于烧杯中，用纱布封口。放于自来水下冲洗30min，然后在超净工作台进行严格消毒：先用75％的酒精浸15s，无菌水冲洗2次；再用0．1％的升汞浸泡8-10min(或用5％次氯酸钠浸泡5—20min)，无菌水冲洗5～8次，每次3～5min(用无菌水冲洗过程中要不断的晃动放置材料的容器，以保证漂洗更彻底)，冲洗完后放在灭过菌的培养瓶内待用。3.4剥离茎尖和接种

在超净T作台上，将消毒过的芽置于40x的解剖镜下，一手用一把眼科镊子将芽按住．一手用灭过菌的解剖针将叶片一层一层仔细剥掉，直至露出圆亮的生长点，用锋利的无菌解剖针小心切取0．3mm以下的带l，2个叶原基的茎尖．随即将茎尖接种于已准备好的马铃薯茎尖培养基上，以切面接触琼脂。要注意确保所切下的茎尖不能与已剥去部分、解剖镜台或持芽的镊子接触。另外，在剥离过程中，必须注意使茎尖暴露的时间越短越好，因为超净台的气流和酒精灯发出的热都会使茎尖迅速变干。所以在选择解剖镜的灯源时，尽量以冷光灯为好．同时在材料下垫一张灭过菌的湿滤纸保湿，每剥一个茎尖后．换一张无菌湿滤纸。由于块摹萌发的芽的数量有限。加上剥离过程中难免损伤到茎尖，导致可剥离的茎尖最少、成苗的机率小．易造成优良品种和材料的丢失。[7] 经过多年的实践，我们总结出一种行之有效的方法：取经严格消毒过的块茎芽(1cm长)接种在不含任何激素的马铃薯快繁培养基上，于25cc每天光照12h的培养室培养，3～4周后．待芽长成含4、5片叶子的小苗时，剪切成单节段，转接于同样的无激素MS培养基上，培养成苗。同样方法扩繁l-2个周期，等苗达一定数量后，再直接用这些苗来剥离茎尖，既能保证材料不丢失，又能增加茎尖的数量，从而能增加成活的机率。

4、茎尖培养与病毒检测

4.1培养基

选择合适的培养基是茎尖培养成功与否的关键，根据我们的经验，以Ms+GA2mg/L+BA0．5mg/L+NAA0．05+肌醇100mg/L+D-泛酸钙0．2mg/L+食用白糖3％+琼脂0．6％，pH5．8，为比较好的培养基组合。4.2培养

茎尖培养对培养器皿无特殊要求，一般以150ml三角瓶或250ml罐头瓶，每瓶 装40ml培养基，为节约培养基，每瓶接种2—3个茎尖，均匀分布于培养基表面。接种好的茎尖放在培养室内培养，温度18-25℃，光照2 000～3 000lx，每天光照12h。培养2周后，培养瓶内的茎尖生长点便明显变大变绿，30—40d即看到明显伸长的小茎，叶原基形成可见的小叶，这时可转入无激素的Ms培养基中。小苗继续生长，并形成根系，4～5个月后即可发育成3—4个叶片的小植株，将其按单节切段，进行扩繁，成苗后，用于病毒检测。

采用离体培养方法，研究了不同浓度多效处理对马铃薯试管苗生长和块茎形成的影响。结果表明，在试管薯诱导条件下，0．1 mg／L多效唑处理促进了‘夏波蒂’提早结薯，使单瓶试管薯鲜重、平均直径和单薯鲜重都显著增加，同时降低了畸形薯率；而单瓶试管薯的结薯数量低于BA+CCC处理，但接近对照。这些结果表明：与广泛应用的矮壮素相比，在马铃薯试管薯生产中使用多效唑能提高试管薯产量和质量，且其使用浓度仅为矮壮素的1／5000，有利于降低残留并节约成本，是矮壮素较好的替代物之一。[6] 适宜的环境条件同样重要。培养室必须清洁、无菌。马铃薯脱毒试管苗在2 000 LX的光照下，每天照16 h。试管苗生长最适宜的温度是白天25-27℃，夜间16-2O℃，一定的昼夜温差有利于试管苗壮苗，培养室的相对湿度为7O-8O，湿度过高过低都不利于试管苗的健壮生长。在阴雨的夏天，要除湿，使湿度降到5O 下，防止真菌，细菌污染。4.3病毒检测

由茎尖分生组织培养获得的小苗，经第一次扩繁后要对其进行严格的病毒检测，以确定材料的脱毒情况。一般采用指示植物鉴定法、电镜检测法或抗血清鉴定法，经病毒检测后，确认是不带病毒的株系，才能进一步利用，对继续带病毒的株系应淘汰或进行再次脱毒。

5、主要存在问题

目前这种离体无性繁殖方法也还存在一些问题，严重制约着马铃薯脱毒推广技术的进一步扩大遗传上的不稳定性。

例如：组织培养条件再生植株器官形成时，可能有许多愈伤组织参与，而这些细胞的遗传成分有的是变异的，有的是小变异的。而通过一个植物器管或一个节段直接长出芽用在具有遗传嵌合性的品种上时，会产生一个严重的问题：不定 芽的形成会招致嵌合体裂解出现纯型植株风险。5.1真菌和细菌污染

真菌和细菌污染是马铃薯组培过程中普偏存在地问题，控制不好很容易发生毁灭性的灾难．必须做到提旱预防及时控制。操作前接种室要定期用甲醛熏蒸或紫外线杀菌，工作人员人内必须穿清洁工作服并套鞋套．严格做好工作人员操作前消毒规程．工作人员操作时候必须带口罩禁止说话．严禁非工作人员出入．培养室内的材料，应该坚持定时查询，发现污染问题及时处理同时适当降低培养室的湿度、温度．减少空气当中细菌数量。5.2“玻璃化”现象

不断进行重复离体繁殖的时候．一部分培养物常常变成水渍状、其植株茎部趋于透明状．这类试管苗的生长和繁殖速度都会下降，最后甚至死亡．称之为“玻璃化”现象，玻璃化的起因是细胞生长过程中的环境变化引起的。试管苗及时进行继代培养，因为长时间培养，不能及时转移，容易出现玻璃化苗。培养基细胞分裂素与生长素比例控制在一定浓度水平。因为过高。[7]易导致玻璃化苗的产生。培养基中琼脂浓度应该控制在一定水平，过低时玻璃化苗比例增加，水浸状严重，同时随着多代培养后变异率越来越高．此外控制一定温度、光照、通风都很重要。5.3快繁消毒问题

脱毒苗在快速繁殖的过程中温室或者网室内棚脱毒苗在快速繁殖的过程中温室或者网室内棚顶、墙壁、地面、土壤、蛭石、沙子以及工作人员严格消毒还不够重视，在实际操作中，门窗和通风口50～60目纱布隔离，防止虫媒再次感染。

6、马铃薯脱毒试管苗移栽与成活

从温室建设，壮苗培育，试管苗移栽，水分管理，病虫害防治等方面可提高其移栽成活率。

6.1移栽的条件① 温室内最低温度不低于6度。② 温室内日照时间不低于12 h。③ 无污染的健壮试管苗。④ 温室无虫，无杂菌，基质浇透水。⑤ 基质pH5.5-6.5。6.2移栽

移栽前，在蛭石中撒入1-3 g／m 60 的多菌灵，2-3 g／m 65 代森锰锌；同时，施入2Og／m。的磷酸二铵，10 g／m。的尿素，30 g／m 的硫酸钾，浇透水，盖上无机膜，全温室喷一遍4O% 的氧化乐果800倍液或50 %抗蚜威800-1 000倍液，关闭门窗，提高基质温度。5-7 d后，揭开无机膜，换气，2-3 d后待用。

(2)移栽时，选择苗高6-8 cm健壮且根系发达的试管苗，打开培养瓶口，置于炼苗室内2-3d。取出试管苗，在6℃中的水中将培养基冲洗干净，浸入强力生根灵6 00O-8 000倍液2-3 min或25 mg/L的ABT生根剂溶液10-15 rain，然后，捞出来，按照4 cm×6 cm进行定植。定植时，用手指将蛭石划开2-3 cm深的沟，把苗根放直，撒1-2 cm厚的蛭石，用雾状喷头喷水或喷雾器喷水，覆盖塑料膜及60-70％ 的遮阳网。保持空气湿度及防止强光直射，散射光有利于缓苗。

7、马铃薯组织培养的前景展望

组织培养是一种打破传统的新型繁衍后代方法，能最大效率地利用空间，使高等作物生 长发育的微生物化，田间马铃薯育种材料圃种植 45000株/hm2在组织培养室每4cm ²培养1株且能多层架放置培养瓶加上繁殖周期短 变异母体材料扩大了500-2000倍。同时由于组织培养条件使染色体突变率的增强若再增设人工诱导突变剂，提高了变异率，所以组织培养在马铃薯育种是一种很有潜力的方法。[9]

参考文献：

[1]屈冬玉，谢开云，金黎平，等．中国马铃薯产业现状与趋势

[2]中国马铃薯学术研讨会与第五届马铃薯大会论文集．2004：230—239． 裴荣信．马铃薯小整薯播种的理论与实践．马铃薯杂志

[3]司怀辉等我国马铃薯组织和细胞培养研究进展，中国马铃薯。

[5]胡赞民;邓向东;陈正华马铃薯脱毒微型薯人工种子工厂化生产技术研究[期刊论文]-中国科学院院刊。

[6]多效唑对马铃薯试管苗生长和块茎形成的影响张志军1，李会珍 2，姚宏亮2，周伟军2(1．浙江大学农学系，浙江杭州310029；2．山西省农业种子总站，山西太原030001)[7]提高马铃薯脱毒试管苗温室移栽成活率的方法孙伟势(陕西省商洛市农业科学研究所，陕西商洛726000 [8]昆明市马铃薯茎尖分生组织培养脱毒技术 昆明市农科院 张丽芳等

[9]马铃薯茎尖脱毒号I央繁技术应用研究进展张思鸣1，王勇2，胡钧铭2，王传之2(1．贵港市种子管理站，广西贵港537100；2．广西大学农学院，广西南宁530005)

马铃薯的组织培养技术 第2篇

以毛百合的幼球根为外植体,置于不同配比的培养基中,观察和比较球根的`生长点、芽和生根情况.结果表明,当KT达到0.2 mg・L-1时,毛百合小植株生长状况良好.

作 者：周延峰 王秀花 李华 作者单位：周延峰,李华(延边林业科学研究院,吉林,延边,133001)

王秀花(八家子林业有限公司,吉林,延边,133505)

马铃薯的组织培养技术 第3篇

一、项目的设置

马铃薯组织培养技术在课程设计上采取构建与实际工作情景接近的教学内容体系。笔者对马铃薯组织培养课程项目设置进行了如下安排:

二、项目的实施

1. 教学做一体化:

学生职业能力的获得需要通过在具体项目中工作任务的操作来获得。马铃薯组织培养技术是一门操作细节较多的课程, 动手操作更加重要, 要求学生通过反复多次练习来掌握操作技能。

2. 角色的转变:

在实际教学过程中, 将传统教师为中心转变为学生为中心, 发挥学生主体能动性, 要求学生主动来学习完成任务所必需的知识。每一个项目都提前安排任务, 让学生查阅资料完善必备信息, 然后在教师指导下完成工作任务。实行项目化教学方法后教师的身份由传统的教学主导者转变成活动的指导者。[6]

3. 教学实施:

具体实施教学过程就是围绕某一具体项目, 以“工作任务”为载体, 逐步引导学生自主学习和完成的过程。以具体项目“MS母液的配制”为例, 通过先选取一种化学物质———氯化钙, 学生按照4~6人一组组成团队, 选举1位组长, 负责整个项目的管理, 学生自己动手配制出第一份十倍浓度的氯化钙母液溶液。

三、取得成效

1. 学生职业能力的提升:学生在项目实施过程中执行具体的工作任务, 每一项任务需要学生主动完成以下环节:接受任务、知识准备、拟定方案、组织实施、反馈信息到结果评价, 通过一个完整任务组织实施过程, 可以使学生真正参与到项目的具体任务中, 参与到实际操作中[7], 学生在实践学习过程中获得一定的职业能力[7,8]。

2. 考核评价体系的建立:马铃薯组织培养课程过去常采用考核的考核方式单一, 缺少过程的监督和考核, 无法全面考核学生对技能的掌握情况。采用项目化教学以后, 参照组培工考核标准制定和完善了基于过程的考核评价体系和标准。考核方式改为:“平时成绩50%+期末考核50%”, 平时成绩包括出勤 (10%) +作业 (10%) +课间提问 (10%) +实验态度 (10%) +实验报告 (10%) , 期末考核包括实训方案 (5%) +实训操作 (10%) +实训结果 (10%) +实训创新 (5%) +期末理论考核 (20) 。这种采取分阶段、多元化、注重过程的考核方式可以全面真实的考核学生对知识和技能的掌握情况。[9]

目前职业教育比较推崇项目化教学方法, 该方法能够顺应当今社会发展的需要, 更好地培养学生职业技能、职业素养和社会能力[10]。对马铃薯组织培养课程实施项目化改革以来, 获得一定的成效, 通过连续跟踪三届马铃薯生产加工专业的毕业生就业情况, 用人单位反馈的信息显示我们培养的学生一毕业就能够独立完成工作任务, 得到企业的高度认可和评价, 这也是我们教学追求的目标。

摘要：为了使马铃薯组织培养课程适应高职高专人才培养目标, 以培养创新型人才为目标, 以学生为主体, 以专业技能培养为核心, 探讨了项目化课程改革在马铃薯组织培养课程教学中的应用, 并分析了取得的成效。

关键词：马铃薯组织培养,课程,项目化改革

参考文献

[1]路海萍.课程项目化——高职院校课程改革走向的选择[J].大学 (研究与评价) 2009, (3) :33-35.

[2]钟宇, 张健, 冯茂松.园林植物组织培养与快繁技术课程构建及教学初探[J].中国林业教育, 2006, (2) :44-46.

[3]杨鹭生, 李国平.《植物组织培养》实验教学改革与实践[J].莆田学院学报, 2003, 10 (3) :63-65.

[4]沈海龙, 杨玲, 刘关君等关于植物组织培养课程特色教学的思考与实践[J].科学教育论坛, 2006, (2) :80-81.

[5]邵波, 赵忠令.项目教学在实用性人才培养中的应用初探[J].南京工程学院学报:社会科学版, 2003, 3 (3) :34-39.

[6]谢武纪, 朱宝莉.职业课程项目化改造和教师观念角色的转变——从新旧知识观比较的角度[J].湖南师范大学教育科学学报, 2010, (06) .

[7]郝超, 蒋庆斌.试论高职教育项目课程的基本内涵[J].中国高教研究, 2007, (07) .

[8]蒋乃平.社会能力训练应得到充分重视[J].职业技术教育, 2001, 13 (22) :19-21.

[9]柳玉晶, 张淑梅.项目式教学模式在园林植物组织培养课程建设中的应用及评价体系的建立[J].安徽农业科学, 2012, (21) .

马铃薯茎尖组织培养脱毒技术要点 第4篇

1.1脱毒方法

1.1.1选择优质健康的材料 所选的植株必须是表现典型品种特性的植株,符合脱毒品种的特征包括株型、叶形、花色等植物学性状及成熟期等农艺性状;植株生长健壮,无明显的病毒性、真菌性、细菌性病害症状;单株产量和大薯率高;适时早收,选择符合品种特性,无病斑、虫蛀和机械创伤的大薯块。

1.1.2选择培养基 MS培养基适用于大多数双子叶植物,B5和N6适合大多数单子叶植物,马铃薯茎尖培养基以MS+GA30.05mg/l +6-BA0.5～0.1mg/l +NAA0.1～0.2mg/l+2%蔗糖+0.9%琼脂配方效果比较好。

1.1.3剥离和接种 薯块休眠后进行室内催芽,待芽长至1～2cm还未展叶时,将芽剪下,然后放入烧杯,用纱布封口,在自来水下冲洗半个小时,取出放到操作台上进行消毒。消毒方法是将芽在75%的酒精中过一遍(约20秒),然后用次氯酸钠溶液稀释为2%～3%,浸泡2分钟,然后用无菌水清洗3～5次。将消毒过的芽放在垫有吸水纸的培养皿上,每次消毒的芽不要太多,以防放置时间过长,茎尖褐变(消毒过程中所用器具均已事先高温灭菌)。在操作台使用前先打开紫外线消毒30分钟,然后关闭紫外线灯,打开风机。实验前换专用服装,双手用75%酒精擦拭消毒,取消毒处理过的芽,以无菌镊子固定,在30～40倍解剖镜下进行茎尖分生组织剥离。用解剖针小心地除去茎尖周围的叶片组织,暴露出顶端圆滑的生长点,用解剖针切取0.1～0.3mm,带有1～2个叶原基。茎尖剥离时为防止解剖镜近距离灯光烤伤茎尖分生组织,解剖镜光源要用冷光源照明。切取的茎尖分生组织随即接种到培养基上,切面接触琼脂,置于培养室进行离体培养。

1.1.4培养条件 将已接种外植体的试管置温度23℃～25℃,光照3000lx、在光周期13～16小时/天的培养室中培养2～4周即可成苗。

2.茎尖培养的关键技术环节

2.1剥取适当大小的茎尖 通常培养茎尖越小,产生幼苗的无毒率越高,但成活率越低。不同病毒种类取出的难易程度不同。因此需针对不同的病毒种类,培养适当大小的茎尖。如剥离培养一个叶原基的生长点产生的马铃薯植株,可去除全部马铃薯卷叶病毒,去除80%Y病毒和A病毒,去除0.2%X病毒。马铃薯病毒去除难易顺序是:马铃薯纺锤块茎病毒>马铃薯S病毒>马铃薯X病毒>马铃薯M病毒>奧古巴病毒>马铃薯Y病毒>马铃薯A病毒>马铃薯卷叶病毒。对于同一种病毒,剥离茎尖越小,脱毒率越高。

蝴蝶兰的组织培养技术 第5篇

(襄阳职业技术学院.湖北寰阳441050)

【摘要】探讨了蝴垛兰的组织培养技术和方法。实验证明：用幼叶在散射光下培养诱导蝴蝶兰原球茎的效果最好，最适培养基为：MS+6一BAlomg/L+NAAlmg/L水解乳蛋白500mg/L+蔗培养基为：MA+6一BA2mg/L+NAAlmg/L+

309/L+琼脂79/L(pH值5.4);曩适增殖

解乳蛋白500mg/L+蔗.糖309/L+琼..脂79/L(pH值5.4);曩适生根长苗培

79/L(pH值5.4)。

养基：1/2MS+IBAl.5mg/L+NAA0.05mg/L+O.3%/g"性炭+蔗糖309/L+琼.

[关键词】蝴蝶兰;原球茎;组织培养

蝴蝶兰是单茎性气生兰.植株极少发育侧芽，且种子极难萌发，对其进行常规性的繁殖，增殖速度很慢。影响了它的推广和应用。笔者通过对蝴蝶兰的组织培养技术的研究。旨在提高

蝴蝶兰的繁殖系数。

2个月后统计原球茎的增殖倍数和原球茎的大小。

以上培养基中另添加500me/L的水解乳蛋白。79/L琼脂和30dL蔗糖，pH值5.4。培养条件均为25℃，光照时间16h。光照

强度20001)【。1.3壮苗与生根

1材料与方法

将增殖培养所得到的蝴蝶兰小苗转接到各种生根培养基(见表4)，每处理10瓶，每瓶3株，重复3次。培养30d后统计

1.1实验材料苗的生长情况和生根率、平均生根率。

生根培养基中加入0.3%的活性碳+蔗糖309/L+琼脂79n.。

培养条件均为25℃，光照时间16h.光照强度2000h。

从陕西省西安市鼎天农业科技有限公司购买的大红品系的34月龄蝴蝶兰幼苗。

1.2实验方法

1.2.1外植体的消毒。从蝴蝶兰植株上取下幼叶(分14d、30d)

2结果与分析

和气生根尖，放在自来水下冲洗干净。在超净工作台上，将叶和根尖放入无菌瓶。用75%酒精消毒30s。然后用无菌水清洗2.3遍.再用0.1%升汞溶液浸泡lOmin(分钟)，用无菌水冲洗4―5

遍后待用。

1.2.2原球茎的诱导。将幼叶切成5x5mm见方的小块和10ram长根尖，平放或按极性接种以MS为基本培养基。添加激索

2.1

不同的外檀体诱导原球茎的差异

对蝴蝶兰根尖、生长龄为14d的幼叶和生长龄为30d的叶

进行原球茎的诱导实验。结果表明(表1)：幼叶的诱导率最高为47%。它的褐变率最低。只有6%。成熟叶的诱导率很低且褐化严

重到47%。而根尖没有诱导出原球茎。可见生长龄为14，t幼叶

NAAImg/L和不同的浓度BA(2mUL、4mg/L、6mg/L、8ms/L、10mg/L)配比的诱导培养基上，并设置散射光和2000h两种作

比较，每瓶接种一个.每处理10瓶.重复3次。培养2个月后观

最有利于原球茎的产生。还发现在同一叶片上.叶基部的切块

较叶中和叶尖的切块诱导率高。对于比较小的幼叶，未切割时

也能诱导出原球茎。

2.2不同浓度的BA对原球茎诱导的影响

选用生长龄为14d.大小为lem左右、叶色墩绿的叶片为诱导材科。灭菌后接种到含不同浓度的BA培养基上培养。堵养15―20d发现叶片被切割周围产生浅绿色的原球茎状小突起.很次.能有效地控制菌核病的漫延。老黄叶也是菌核病和霜霉病等病害传播源.容易将病害传刭其他叶片，尤其受冻叶霜霉病重。摘除老黄叶则可防治或减轻菌核病等病害的发生。促进植株的生长发育。另外。油菜生长中后期要加强对蚜虫的防治，减

轻病虫害损失。

察统计不同外植体在不同培养基中原球茎的诱导率及生长情况。1.2.3原球茎的增殖。将诱导的原球茎按3―5个为一团接种刭以MS为基本培养基添加激素NAAlmsa..和不同的浓度BA(0、2mgIL、4mg/L、6maL、8mg/L、10me/L)配比的增殖培养基中，培养苗肥多、长势好的田块一般不提倡在开春后施追肥.以免造成

贪青倒伏。

2.3加强病虫害管理

菌核病是油菜的主要病害，开花期和角果发育期最易发生，一般年份可减产l一3成.严重的可以造成大幅度减产甚至绝收.因此防治苗核病是实现油菜丰收的重要环节。首先要抓

好清沟排溃.捧除田间渍水.降低田问湿度.从而茂小病菌繁殖。其次是及时药剂踌治.可选用50%多菌灵可湿性粉卉畸0.1。

作者简介：

张英杰(1%7一’，女.湖北琏州人，l奚职生技术学院捌教授，主要从事种植专生麓学与科研工作。

0.2kg或40%菌核净O.1加.2kg免水50ks。在油菜花期防治1-2

―26一

万方数据

墨丝塑!塑丝兰笪绝堡堕鲞垫查

快发育成为原球茎。

由表2可知.不同浓度的BA对原球茎的诱导率和原球茎

的大小影响比较明品。随着BA浓度由2m班增加到10mgl，，原

囊'

不同外粤体诱导原球茎的差异球茎的诱导率也由6_33%逐渐增大.当BA为10mg/L时.诱导率最高达41.67%.说明高浓度BA促进原球茎的诱导。

但原球茎直径是随BA浓度的增大。由小到大.再由大到小。BA6mg/L时原球茎的直径最大为3.Smm。BAlomg/L时原球茎的直径最小为0.9mm。不足1mm。在实验中发现当原球茎不足Imm时。很难进一步增殖生长;诱导出的原球茎越大.越有利增殖生长。所以在原球茎的诱导实验中。选择BA的最佳浓度为6mg/L。

2.3不同光照条件对原球茎诱导的影响

在对原球茎进行诱导的过程中。发现外植体很容易褐化。抑制叶片揭化的方法是勤换培养基(10d换1次).及时将叶片移入新鲜的培养基.可减轻褐化状况。培养时还发现，褐化的程度与培养时的光照强度有关，当光照强度为2000Ix时.叶片褐

化的程度较严重.

达40%左右：当光照强度为其他培养架反射过来的弱散射光时.褐化得到了较好的抑制.仅为lO%左右。

2.4不同浓度BA对原球茎增殖与诱导出苗的影响

将诱导出来的原球茎转接到增殖培养基中进行增殖培养。表3可知.不同浓度的BA对原球茎的增殖和原球茎的大小影响比较明显。随着BA浓度的增加，原球茎增殖倍数逐渐增加但原球茎的大小呈先升后下降趋势。当BA为10m#L时。原球茎的增殖倍数虽达到最高7.12。但原球茎的大小最小为0.9。在原球茎增殖的同时。产生大量的`丛生芽.但丛生芽长得较为弱小;如果降低BA的浓度.当其为2mg/L原球茎的增殖系数减少。但形成的多而粗壮。所以BA的最佳浓度为2mg/L。

2.5原球茎的生根

壮苗

将增殖得到的小

苗转入到生根壮苗.培养基中。由表4可知。

当基本培养基为1，

2MS.NAA为005mgL.IBA为1.SmgL时。苗的生根率达到最高

500%.且苗的生长势最健壮。

万方数据

宣登量茭堕

3讨论

3.1

影响原球茎诱导的因素

在蝴蝶兰的同体培养中.进行原球茎诱导的外植体选择

时.明显地发现生长肥厚的幼嫩叶片的诱导率最为理想。这与杨美纯等的研究一致。在实验中还发现.叶基部的切块较叶中和叶尖的切块的诱导率高。在对叶片切割时，过多的切口会使叶片褐化死亡。所以在对幼叶切割时，将叶片从叶基部切下。可以获得最高的诱导率。

在原球茎的诱导过程中。BA的浓度对原球茎的诱导效率和生长势有很大的影响。在BA为0一lOmg/L的范围内.随着BA浓度的升高原球茎的诱导率也在增加，但原球茎的生长势却不好。近年来。一些研究只报道了BA浓度对原球茎诱导率的影响。却没研究对诱导出的原球茎的生长势的影响。笔者结合两方面的比较.确定最终的BA的浓度为6mg/L.这样诱导率比较高。且原球茎的生长状况良好。为原球茎的进一步增殖打下基础。光照条件也是影响原球茎诱导的一个重要因素。散射光有利于原球茎的诱导。并能有效地减轻叶片诱导时的褐化状况。3.2影响原球茎增殪的因素

在对蝴蝶兰原球茎的增殖实验中研究发现。随着BA浓度的增加。原球茎的增殖率提高。并且在不加BA的条件下。原球茎也能增殖.这可能是原球茎自己体内已积累了较高水平的细胞分裂素的缘故。这与周俊辉、王芳的报道一致，但与王亦菲、彭立新的结果不同。另外。从控制遗传变异方面考虑.不应使用高浓度的激素组合.以免原球茎多代增殖后形成异常苗。在实验中还发现.原球茎在切割时。不应切的太小.否则褐化情况严重。在接种时.原球茎应紧密的靠在一起.这样才能生长旺盛。从实验中可以得出原球茎在增殖生长时。具有较强的群体优势效应.与彭立心、马子骏和周俊辉的报道一致。3.3影响蝴蝶兰生根壮苗的因素

在蝴蝶兰生根壮苗培养中发现.1，2MS比MS的效果好。NAA浓度对出苗率没有多大影响。活性碳的添加.可以有效防止原球茎褐化.有利于小茁的生长。参考文献

[1】杨是鲍、用歧伟、许坞源.等.外部因子对蝴蝶兰叶片原球茎状体

发生的影响LJ】.广西植物.2000.20(1)：42―46.

[2】

彭立新、王蛛、孟广云，等.蝴蝶兰蛆织培养快繁研究U】.天津农业

科学.1999，5(2)：27-29.

[3】叶晓青、谢东、魏书.等.不同激素水平时蝴壕兰原球堇状体增殖

的影响LJ].江苏林业科技.2000.27(增刊)：42―44.

[4】

王芳、文峰、武破.等.激素对蝴壤兰快速繁殖的影响U】.新疆农业

大学学报.2003.26.(4)：68-71.

【5】

用俊辉、叶赶红、陈旭南.等.蝴壕兰原球堇增殖培养的研究【J].仲

凯农业技术学院学报.2002.15(3)：13-17.

作者简介：

毛红膏(1961一).女.t英职业技术学院生物工程学虎工作。

-27―

植物组织培养技术的研究进展论文 第6篇

植物组织培养是20世纪之初，以植物细胞全能性为理论基础发展起来的一门新兴技术，是指在无菌条件下，将离体的植物器官、组织、细胞以及原生质体，在人工配制的环境里培养成完整的植株，也称离体培养或植物克隆。自19德国科学家Haberlandt提出植物细胞具有全能性理论, 到1934 年美国White 等用番茄根进行离体培养证实这一观点以来,植物离体培养技术在基础理论和应用研究，已广泛应用到植物生理学、病理学、药学、遗传学、育种以及生物化学等各个研究领域, 成为生物学科中的重要研究技术和手段之一[1]。近年来，随着科学技术的不断发展，植物组织培养新方法和新技术不断涌现，研究重点也由器官、细胞水平向分子、基因方向转移。21世纪，生物技术是最有生命力的一门学科，而植物组织培养作为一种基本的试验技术和基础的研究手段，被认为具有巨大的潜力。

一、植物组织培养新技术的研究

随着科学技术的发展和对植物组织培养技术的不断深入研究，一些新的培养方法和技术不断出现，为植物组织培养技术的不断优化和发展提供了新的途径。

1.新型光源的应用。

光是植物生长发育必不可少的重要因素之一，光照长短、光质、光周期对植物的生长、形态建成、光合作用、新陈代谢以及基因表达均有调控作用。传统的组织培养光源灯普遍存在寿命短、发热量大且不均以及发光效率不理想等缺点。LED作为植物组织培养光源早在1991年就有栽培试验。研究发现, 光质比例和光照强度可调的LED 光源比通常植物组织培养使用的荧光灯更能有效地促进试管苗的光合作用和生长发育。蒋要卫利用LED作为大花蕙兰组培苗光源的研究发现, LED光源可以显著改善大花惠兰试管苗的生长状况和提高其品质[2]。日本的田中道男等运用阴极荧光灯( CCFL)作为文心兰试管苗光源, 结果表明其地上部干、鲜重和试管苗的高度都有显著提高。另外田中道男等利用SILHOS作为生菜组织培养光源, 获得了高质量的组织培养苗。目前LED是组织培养中最有效的人工照明光源，而CCFL等新型光源是未来发展的主要方向。

2.开放组织培养技术。

传统的植物组织培养属于严格的封闭式培养，因而造成灭菌成本偏高、培养基易污染、外界环境调控难度大等缺点。而开放组织培养新技术是在外加抗菌剂的条件下，使植物组织培养脱离严格无菌的操作环境，在自然开放的有菌环境中进行，恰好弥补了这些不足。赵青华等采用开放式组培技术，在培养基中添加抑菌剂，克服了非灭菌条件下魔芋组织培养污染问题，有效地简化了实验步骤，降低了生产成本[3]。何松林的研究表明在添加抗菌剂的开放式组培中，文心兰试管苗可正常生长[4]。开放式组织培养突破了封闭式培养的限制，从根本上简化了组织培养环节，使将来规模化开放式组织培养成为可能。

3.光独立培养技术。

光独立培养法又称无糖培养法，是指利用CO2代替葡萄糖作为植物组织培养的碳源，人工控制组织培养苗生长所需的光、温、水、气、营养等条件，促使组织培养苗快速转变为自养型的培养方式。一方面避免了由葡萄糖引起的杂菌污染;另一方面，增强了组织培养微环境的人工调控能力。屈云慧等以虎眼万年青为对象的无糖培养研究表明万年青再生芽的生根率高, 种苗质量也优于常规培养[5]。肖玉兰、丁永前等设计的全套无糖组织培养设备培育出的苗具有抽叶多、植株健壮、节间距短、根系发达、干物重积累多、光合自养能力强等更优良的生物学性状。目前，无糖培养法还处于理论研究和应用的开始阶段，随着理论研究的不断深入及相关配套技术的不断完善， 必将成为组织培养技术的一种重要手段。

4.多因子综合控制技术。

近年来，随着对植物组织培养机理的深入研究和交叉学科间的相互促进作用，多因子综合控制的环境调控设施越来越多的应用到实际生产中，大大降低了组织培养成本, 促进了组织培养苗商品化的`进程。崔谨等运用CO2 监控系统对甘薯组培苗进行调控的结果表明, 在CO2监控系统方式下培养的甘薯组培苗, 具有生长迅速、光合产物积累明显、叶色深绿、根系发达等特点[6]。刘文科等设计了一种新型密闭式组培室, 并研制出一套用于该组培室的综合环境控制系统[7]。李传业等设计的一套能对组培箱内CO2浓度、相对湿度进行调控的组织培养微环境控制系统试验结果表明, 组织培养箱内CO2摩尔分数和相对湿度达到了预期目标。

二、植物组织培养的应用研究

植物组织培养技术的应用主要理论基础有两方面。一是细胞全能性，植物修复与完善、快繁脱毒苗、育种、种子和种质资源保存、植物检疫等都是其发展和应用的成果。二是悬浮培养液，主要应用于植物次生代谢产物的提取。

1.“全能性”的应用。

植物修复与完善是模拟植物组织培养过程中器官形成和细胞增殖形成的一套全新理论， 植物脱毒和离体快速繁殖是目前植物组织培养应用最多、最有效的一个方面，因其快速、无毒的特点，已经广泛应用于观赏植物、园艺作物、经济林木、无性繁殖作物，并已形成产业化、商品化。植物组织培养技术为培育优良作物品种开辟了新的途径，利用该技术，通过花药和花粉培养、胚胎培养与细胞融合、细胞无性系变异、基因工程及突变体筛选等手段，已经培育出一大批具有优良性状的植株。借助植物组织培养技术保存种子和种质资源，因其优于常规方法的特殊性越来越受到重视，已在1000多种植物种和品种上得到应用, 并取得很好的效果。

2.愈伤组织或悬浮培养液的应用。

植物次生代谢物如蛋白质、脂肪、糖类、药物、香料、生物碱及其他活性化合物是许多医药、食品、香料、色素、农药和化工产品的重要原料, 其需求量逐年增加。目前，利用组织培养技术提取植物次生代谢产物因其高效率、高产量的优势已成为主流。用组织培养方法生产微生物以及人工不能合成的药物或有效成分的研究, 正在不断深入, 有些已投入工业化生产,预计今后将有更大发展。

三、展望

马铃薯的组织培养技术 第7篇

沙漠乔桑的组织培养和快速繁殖技术

选取待萌发的沙漠乔桑冬芽、萌发的侧芽为外植体,常规消毒后接种于培养基(MS+BA 1.0 mg/L+NAA 0.1 mg/L)上,约4周诱导出芽长1～2 cm;以MS+BA 0.5 mg/L+NAA 0.05 mg/L为最佳增殖培养基,在MS+NAA 0.2 mg/L培养基上生根成苗,移栽到草炭:珍珠岩:蛭石=3:1:2的混合基质中,4周后移入大田.

作 者：石文山 李树丽 作者单位：滨州职业学院生物工程系,山东滨州,256624刊 名：安徽农业科学 ISTIC PKU英文刊名：JOURNAL OF ANHUI AGRICULTURAL SCIENCES年，卷(期)：200634(21)分类号：Q943.1关键词：沙漠乔桑 组织培养 快速繁殖

马铃薯的组织培养技术 第8篇

1 材料与方法

1.1 试验材料

采用安康地区大面积推广使用的3个马铃薯品种:秦芋30号、秦芋31号和康0101-2。其中康0101-2为对照品种。

1.2 试验方法

1.2.1 茎尖培养。

在田间具有品种特性、健壮的典型株上剪取带有2~3片幼叶的腋芽, 先用自来水冲洗10 min, 再用洗洁精溶液洗涤2次。在无菌条件下, 依次用70%酒精浸泡30s, 升汞溶液浸泡8 min, 无菌水冲洗3~5次。最后将处理好的腋芽吸干水分, 在解剖镜下剥取0.3 mm的生长点接种在不同配方的培养基上 (表1) , 置于23~27℃、光强2 000~3000 lx条件下进行培养, 连续光照12 d。

1.2.2 脱毒薯的诱导。

对已分化的试管茎尖苗、待脱毒试管苗进行病毒检测, 待脱毒试管苗长至约6~7个叶节时, 取出三角瓶内繁殖的马铃薯基础苗, 在无菌条件下切取带有2个腋芽的薯块, 接种到装有约40 m L培养基的200 m L圆口玻璃瓶中, 每瓶接种10个茎段, 所用不同培养基如表1所示。置于p H值5.8、培养室温度23~27℃、光照强度2 000~3 000 lx条件下培养, 每天维持光照12 h。

(mg/L)

注:脱毒薯诱导培养白糖含量为3%;茎尖分化培养量MA为3%, LS为2%。

1.2.3 观察记载与数据处理。

在诱导茎尖分化培养基的试验中, 记录幼苗出现时间, 根据第1个幼苗出现的日期与接种日期相隔的时间, 记录为每个处理幼苗分化所需时间 (d) ;在诱导试管脱毒薯培养基的试验中, 记录脱毒薯出现时间, 根据第1个脱毒薯出现的日期与接种日期相隔的时间, 记录为每种培养基生成脱毒薯生成所需时间 (d) 。

2 结果与分析

2.1 不同培养基对马铃薯茎尖分化情况的影响

从图1可以看出, 秦芋30号在LS和MA培养基中茎尖分化所需时间分别为130、69 d;秦芋31号在LS和MA培养基中茎尖分化所需时间分别为106、52 d;康0101-2在LS和MA培养基中茎尖分化所需时间分别为36、28 d。即相对于康0101-2来说, 秦芋系列马铃薯茎尖分化所需时间较长, 且2种培养基对3个马铃薯品种茎尖分化的影响趋势类似, LS培养基明显优于MA培养基, 幼苗分化所需时间相对短。

2.2 不同培养基对脱毒薯形成情况的影响

从图2可以看出, 秦芋30号在MS+NAA 2.0mg/L和MS+BA 2.0 mg/L培养基中脱毒薯形成所需时间分别为148、95 d;而秦芋31号在MS+NAA 2.0 mg/L和MS+BA 2.0 mg/L培养基中脱毒薯形成所需时间分别为131、87 d;康0101-2在MS+NAA 2.0 mg/L和MS+BA 2.0 mg/L培养基中脱毒薯形成所需时间分别为51、30 d。即相对于康0101-2来说, 秦芋系列脱毒薯形成所需时间较长, 且与2种培养基对3个马铃薯品种茎尖分化的影响趋势类似, 添加BA的MS培养基明显较优, 脱毒薯在其中形成所需时间相对较短。

3 结论与讨论

Garner和Blake[6]以及Gopal等[7]研究发现, 即使不使用任何生长调节剂也能诱导脱毒薯形成, 但在优良品种的推广与扩繁过程中, 为获得较大的繁殖系数, 选择适当的激素水平和培养基种类是必不可少的, 特别是对于中晚熟品种来说, 意义就更为重大。

在马铃薯脱毒苗切段扩繁中, 脱毒薯的形成和发育受多种外界环境条件影响, 外源激素的影响尤为明显, 但其影响效果似乎最终均依赖于组织内赤霉素 (GA) 含量值[8]。有学者认为, 只要在适宜的外界条件下, 植物体内能合成足够的内源激素或结薯刺激物, 不需任何外源生长调节剂[9], 但在相同条件下, 不添加外源诱导剂将使结薯时间推迟, 在生产上不适用。该研究表明, LS培养基促进了秦芋30号和秦芋31号茎尖分化, 使单瓶脱毒苗扩繁系数显著增加;在脱毒薯诱导试验中使用MS+BA 2.0 mg/L的培养基配方, 显著缩短了脱毒薯形成时间。秦芋系列马铃薯属于中晚熟品种, 生育期较长, 为91~121 d, 该试验中表现为茎尖分化时间和脱毒薯形成时间长, 通过组织培养技术在短时间内获得较大的繁殖系数从生产上解决问题, 其最优组培方案为:茎尖分化用LS培养基;脱毒薯诱导用培养基MS+BA 2.0 mg/L。

参考文献

[1]李建国, 蒲正斌, 张昌斌.国审马铃薯新品种秦芋31号选育及栽培技术[J].作物研究, 2007 (3) :399-403.

[2]蒲中荣.马铃薯脱毒种属生产与高产栽培[M].北京:金盾出版社, 2007.

[3]蒲正斌.陕西省马铃薯育种发展概况及存在的问题[J].中国马铃薯, 2006, 20 (6) :378-379.

[4]冉毅东, 王蒂, 戴朝曦.用组织培养法诱导试管脱毒薯的研究[J].马铃薯杂志, 1991, 5 (4) :193-198.

[5]杨文玉.不同组织培养条件对马铃薯试管脱毒薯的诱导[J].马铃薯杂志, 1996 (1) :20-23.

[6]GARNER N, BLAKE J.The induction and development of potato micr-otubers in vitro on media free of growthregulating substances[J].Annual of Botany, 1998, 63 (6) :663-674.

[7]GOPAL J, MINOCHA J L, DHALIWAL H S.Microtuberization in potato (Solanum tuberosumL.) [J].Plant Cell Report, 1998, 17 (10) :794-798.

[8]XU X, VAN LAMMEREN A A M, VERMEER E, et al.The role of gibberellin, abscisic acid, and sucrose in the regulation of potato tuber formation in vitro[J].Plant Physiology, 1998, 117 (2) :575-584.